Diagnostyka pasożytów. Cz. I – od biologii do rozpoznania

Przykłady kliniczne

Giardia spp.

W przebiegu giardiozy wydalanie cyst jest nieregularne i może ulegać znacznym wahaniom. W efekcie pojedyncza próbka kału może nie zawierać wystarczającej liczby cyst do ich wykrycia metodą mikroskopową, mimo aktywnego zarażenia. W takich przypadkach zaleca się badanie próbek pobranych w kolejnych dniach oraz rozważenie zastosowania testów wykrywających antygen pasożyta lub metod molekularnych (ryc. 2) (2, 7).

Reklama

Toxocara spp.

Okres prepatentny u Toxocara spp. zależy od wieku żywiciela oraz drogi zakażenia. U psów po zakażeniu drogą pokarmową (w wyniku połknięcia jaj inwazyjnych) rozwój dojrzałych nicieni i rozpoczęcie wydalania jaj następują zwykle po około 4 tygodniach. U szczeniąt istotne znaczenie ma również transmisja przezłożyskowa Toxocara canis. Larwy aktywowane podczas ciąży mogą prowadzić do pojawienia się dojrzałych pasożytów i wydalania jaj już u bardzo młodych zwierząt. W okresie prepatentnym, mimo obecności rozwijających się pasożytów, badanie kału pozostaje ujemne, ponieważ jaja nie są jeszcze wydalane (ryc. 3) (6).

Toxascaris leonina

U Toxascaris leonina okres prepatentny jest zazwyczaj dłuższy niż u Toxocara spp. i wynosi około 10 tygodni. Pasożyt rozwija się w przewodzie pokarmowym po połknięciu jaj inwazyjnych lub zjedzeniu żywiciela paratenicznego, a w przeciwieństwie do Toxocara canis nie jest przenoszony drogą przezłożyskową ani laktogenną. Z tego względu zakażenie u młodych zwierząt może pozostać niewykryte w badaniu kału przez kilka tygodni od ekspozycji (6).

Trichuris vulpis

W przypadku włosogłówki okres prepatentny jest stosunkowo długi i wynosi ok. 7-10 tygodni. Liczba wydalanych jaj, zwłaszcza we wczesnym okresie patentnym, może być niewielka. Powoduje to obniżenie czułości rutynowego badania koproskopowego i zwiększa ryzyko uzyskania wyniku fałszywie ujemnego (ryc. 4) (6).

Cystoisospora spp.

U Cystoisospora spp. okres prepatentny wynosi ok. 7-14 dni, w zależności od gatunku, jednak wynik badania kału zależy od momentu rozpoczęcia wydalania oocyst oraz intensywności tego procesu. W początkowej fazie zakażenia, przed pojawieniem się oocyst w kale, badanie może dawać wynik ujemny mimo obecności rozwijających się pasożytów. Dodatkowo wydalanie oocyst może mieć charakter okresowy, dlatego pojedyncza próbka kału nie zawsze pozwala na wykrycie zakażenia (ryc. 4) (3).

Ancylostomatidae (Ancylostoma spp., Uncinaria stenocephala)

U tęgoryjców okres prepatentny zależy od gatunku oraz drogi zakażenia i wynosi około 2-3 tygodni. W tym czasie, mimo obecności rozwijających się pasożytów w organizmie gospodarza, jaja nie są jeszcze wydalane z kałem, dlatego badanie koproskopowe pozostaje ujemne. Po rozpoczęciu wydalania jaj ich liczba może być zmienna, co również wpływa na czułość pojedynczego badania (ryc. 4) (6).

Materiał do badania – pierwszy etap skutecznej diagnostyki

Prawidłowe pobranie, przechowywanie i transport materiału stanowią podstawę wiarygodnej diagnostyki parazytologicznej. Nawet najbardziej czuła metoda laboratoryjna nie zrekompensuje błędów popełnionych na etapie przedanalitycznym. Dlatego lekarz weterynarii powinien zwrócić szczególną uwagę na sposób pobrania próbki oraz przekazać opiekunowi zwierzęcia odpowiednie instrukcje dotyczące jej zabezpieczenia i dostarczenia do laboratorium (ryc. 5) (6).

Pobieranie próbki kału

Do badania należy pobierać świeży kał, najlepiej bezpośrednio po jego oddaniu przez zwierzę. Zaleca się pobranie materiału z kilku miejsc w obrębie tej samej porcji kału, ponieważ rozmieszczenie jaj, oocyst czy cyst pasożytów może być nierównomierne. Wielkość próbki powinna być wystarczająca do wykonania wszystkich planowanych badań i wynosić zwykle 3-5 g.

Należy unikać zanieczyszczenia próbki podłożem, żwirkiem, ściółką, piaskiem lub wodą, ponieważ zanieczyszczenia te mogą utrudniać ocenę mikroskopową lub wpływać na jakość materiału (6).

Znaczenie świeżości próbki

Świeżość próbki ma istotne znaczenie dla zachowania integralności form diagnostycznych. Długotrwałe przechowywanie w temperaturze pokojowej może prowadzić do rozwoju larw nicieni, uszkodzenia trofozoitów pierwotniaków lub powstania zmian morfologicznych jaj i oocyst, utrudniających ich identyfikację.

Jeżeli materiał nie może zostać dostarczony do laboratorium bezpośrednio po pobraniu, zaleca się przechowywanie go w szczelnym pojemniku w temperaturze 2-8°C, o ile metodyka planowanego badania nie przewiduje innych warunków. Zamrażanie próbek przeznaczonych do rutynowej diagnostyki mikroskopowej nie jest zalecane, ponieważ może powodować uszkodzenie struktur diagnostycznych (6).

Pojedyncza próbka czy próbki seryjne?

 Jednorazowe badanie kału pozwala na wykrycie wielu pasożytów jelitowych, jednak jego czułość może być ograniczona ze względu na okresowe wydalanie form diagnostycznych. Dotyczy to zwłaszcza pierwotniaków, takich jak Giardia spp., ale również niektórych helmintów o niskiej intensywności inwazji.

Z tego względu w przypadku utrzymującego się podejrzenia klinicznego zaleca się badanie próbek kału pobranych w kolejnych dniach. Analiza materiału pobranego w ciągu trzech dni zwiększa prawdopodobieństwo wykrycia pasożytów i ogranicza ryzyko uzyskania wyniku fałszywie ujemnego. W praktyce klinicznej badanie zbiorczej próbki kału pozostaje jednym z najprostszych sposobów poprawy czułości diagnostyki koproskopowej (6).

Metody diagnostyczne – od biologii pasożyta do wyboru badania

Skuteczność diagnostyki pasożytów jelitowych zależy nie tylko od jakości pobranego materiału czy momentu wykonania badania, ale również od właściwego doboru metody diagnostycznej. Każda z dostępnych technik ma określone możliwości oraz ograniczenia, a jej przydatność jest ściśle związana z biologią pasożyta oraz rodzajem poszukiwanej formy diagnostycznej.

Podstawowym narzędziem stosowanym w diagnostyce pasożytów jelitowych pozostaje badanie mikroskopowe kału. W zależności od podejrzewanego gatunku pasożyta oraz oczekiwanej formy diagnostycznej wykorzystuje się różne techniki, takie jak badanie rozmazu bezpośredniego, metody flotacyjne i sedymentacyjne czy bardziej specjalistyczne procedury zagęszczania materiału. Prawidłowy dobór metody ma istotny wpływ na czułość badania oraz możliwość wykrycia określonych jaj, oocyst, cyst lub larw.

W ostatnich latach coraz większe znaczenie zyskują również testy wykrywające antygeny pasożytów oraz metody molekularne, przede wszystkim reakcja łańcuchowa polimerazy (PCR). Techniki te mogą zwiększać czułość diagnostyki, umożliwiać identyfikację gatunku pasożyta oraz stanowić cenne uzupełnienie badania mikroskopowego, szczególnie w przypadkach wątpliwych lub przy podejrzeniu zakażeń o niewielkiej intensywności.

Należy jednak podkreślić, że żadna metoda diagnostyczna nie jest uniwersalna. Jej wartość zależy od etapu rozwoju pasożyta, rodzaju materiału biologicznego oraz charakterystyki wydalanych form diagnostycznych. W praktyce klinicznej wybór metody powinien być poprzedzony analizą biologii podejrzewanego pasożyta oraz obrazu klinicznego pacjenta, a nie wynikać wyłącznie z dostępności określonego badania.

W praktyce klinicznej pomocne są również zalecenia opracowane przez European Scientific Counsel Companion Animal Parasites (ESCCAP) – niezależną organizację naukową zajmującą się opracowywaniem wytycznych dotyczących kontroli pasożytów u zwierząt towarzyszących. Dokumenty ESCCAP uwzględniają aktualną wiedzę dotyczącą epidemiologii, diagnostyki oraz profilaktyki inwazji pasożytniczych i stanowią praktyczne wsparcie w podejmowaniu decyzji klinicznych.

Szczegółowe omówienie poszczególnych metod diagnostycznych, ich czułości, swoistości oraz praktycznych wskazań do zastosowania zostanie przedstawione w drugiej części artykułu.

Przeczytaj również: Choroby odkleszczowe u zwierząt towarzyszących − porównanie metod PCR i testów serologicznych